鳥取大学・研究推進機構
大林徹也

両生類というと、現在の生命科学では、再生や発生を専門とする一部の研究者が用いる特殊な動物、という印象をもたれやすいかもしれない。しかし歴史をたどると、両生類はむしろ、脊椎動物を用いた実験生物学のかなり早い時期から研究に使われてきた動物群である。イモリは古くから再生研究の対象となり、カエル類は発生学の材料として重要な役割を果たしてきた。イモリの再生現象は17世紀にはすでに実験生物学の対象となっており、イモリは最も長い歴史をもつ実験動物の一つと位置づけられている[1,2]。

両生類が基礎生物学だけでなく医学にも関わってきたことを示す分かりやすい例が、アフリカツメガエルである。1930年代には、妊婦の尿を用いた妊娠診断にツメガエルが使われていたことが知られている。妊婦尿中のホルモンに反応して排卵する性質を利用したもので、当時としては実用的な医学的検査法であった[3]。いまから見れば少し意外に感じられるかもしれないが、両生類は「基礎研究だけの動物」ではなく、かなり早い段階から医学とも接点をもっていたのである。この点を最初に確認しておくと、両生類がその後なぜ主流から外れていったのか、そして今なぜ見直す価値があるのかが見えやすくなる。

それにもかかわらず、20世紀後半以降、生命科学研究の中心は急速にマウスへ移っていった。もちろん、マウスが研究対象として優れていたことは間違いないが、より大きかったのは、近交系、安定供給、標準化された飼育条件、遺伝学的基盤、さらに分子生物学やゲノム情報の整備が、マウスでは非常に速く進んだことであろう[4,5]。一方、両生類では、面白い生命現象があることと、実験動物として使いやすいことが必ずしも一致していなかった。カエルと同様にイモリ研究には長い歴史がある一方で、飼育下繁殖、系統維持、標準化の面で難しさが残り、野外採集個体への依存も長く続いた[1,2]。その結果、両生類の利用が減ったというよりも、近代的な実験動物学が求めた条件への対応が、マウスのほうで先に進んだと考えるほうが実態に近いように思う。

私がイベリアトゲイモリと出会ったのは、2012年頃だったと思う。現在、広島大学両生類研究センター教授である林利憲先生から、「動物実験施設でイベリアトゲイモリを飼育したい」と相談されたことがきっかけであった。当時の私にとって、両生類は再生や発生の基礎研究で用いられる生き物という印象が強く、いわゆる実験動物という言葉とは少し距離があった。しかし林先生は、かなり早い時期から、イベリアトゲイモリが単に再生能力の高い有尾両生類というだけでなく、飼育下で安定して繁殖でき、将来的には遺伝学的解析にも使えるモデルになり得ることを見通しておられたのだと思う[1,2]。

イベリアトゲイモリは「大量繁殖できるイモリ」として、再生研究を分子・遺伝学レベルへと刷新するための必然的なモデル生物である[2]。イモリ研究は長い歴史をもち、レンズ再生に代表される古典的な再生現象で広く知られてきたが、繁殖が難しく、研究を大きく発展させにくいという弱点があった。ならば、大量繁殖できるイモリを導入すればよい、という発想である。この考え方はきわめて分かりやすい。しかもイベリアトゲイモリでは、四肢だけでなく、より複雑な器官の再生も研究対象となっている。たとえば心臓では、凍結損傷後の心筋組織が回復し、瘢痕組織の再構築や心筋細胞の増殖を伴う再生過程[6]が解析されている。また、生殖器官の面でも機能を失ったり除去されたりした精巣に代わって、新しい精巣が形成されるという特異な現象[7]がみられる。再生能力という古典的な魅力を保ちながら、実験動物として重要な繁殖性も備えているところに、本種の大きな価値がある。さらに近年は、非哺乳類による発生毒性試験にイベリアトゲイモリを用いる取り組み[8]も進んでおり、再生研究にとどまらない広がりを見せている。 実際に飼育に関わるようになると、イベリアトゲイモリは想像以上に「施設になじむ」動物であることが分かった。一般に両生類というと、特殊な環境を整えなければ維持できないような印象をもたれがちであるが、イベリアトゲイモリは、少なくとも実験室内での維持という点ではそうではない。林らは、プラスチック容器、簡易ろ過装置、水道水を基本とした低コストで簡便な飼育法を整え、雄は約6か月、雌は約9か月で性成熟し、1回150〜600個、年間では約5,000個にも及ぶ産卵が可能で、しかも通年産卵という大きな利点を示している[2]。私自身の感覚でも、実験用マウスを適切に管理できる施設環境があれば、イベリアトゲイモリの導入はそれほど難しくない。水棲動物としての配慮は必要であるものの、「マウス施設とはまったく別世界の生き物」ではないのである。

【図1：マウスの飼育ラックを改造したイベリアトゲイモリ飼育室システム】

この点は、イベリアトゲイモリ標準飼育プロトコルでもかなり具体的に示している[9]。室温は22〜26℃程度を基本とし、28℃以上の高温が数日続くことは避ける。照明は14時間明期・10時間暗期を基本とする。飼育水については、市販の魚類用フィルターろ過器を用いて緩やかにエアレーションを行うことで、水中の汚れの蓄積を抑え、水質を安定させやすくなる。一方で、イベリアトゲイモリの飼育においてエアレーションは必須ではなく、週3回程度の換水を行い、水質悪化を防ぐことができれば、無エアレーションでも飼育は可能である。重要なのは、エアレーションの有無そのものではなく、給餌量、個体密度、換水頻度を管理し、水質を悪化させないことである。幼生から幼体期にかけては、共食い防止のため低密度飼育を行い、底面積20×10 cm程度の容器に4〜6匹を目安とする。水深よりも底面積を重視し、水質悪化を避けるため、給餌と換水のタイミングをそろえる。幼生はブラインシュリンプを用い、変態期以降は配合飼料へ切り替える。変態期はとくに体表が脆弱で、水質悪化や感染の影響を受けやすいため、給餌内容と水環境の維持が重要である[9]。こうした条件を一つずつ整理していくと、イベリアトゲイモリは、両生類の中では比較的標準化しやすい種ではないかと感じる。

【図2：イベリアトゲイモリの幼生・幼体・成体】

大阪公立大学大学院獣医学研究科
金子　武人

はじめに

我々の研究室では、動物を中心とした受精メカニズムの解明、体外での受精技術の開発、細胞の長期保存法の開発、遺伝子改変動物の作製法の開発など生殖学に関連した多岐にわたる研究を行っています¹。これまで、電気の力で細胞に穴をあけ遺伝子を細胞内に導入するエレクトロポレーション法を用いた遺伝子改変動物作製法（テイク法）の開発^2-4、音波を用いて雌の妊娠環境を構築する方法（EGET）の開発^5-7など、これまで用いられていた方法とは異なる新しい生殖技術の開発を行っています。

細胞の長期保存法の開発では、研究に用いられる動物の種や系統を生殖細胞である精子、卵子、そして受精卵の形で保存することで動物の利用を最小限にすることができます。精子、卵子、受精卵の保存で、最初に思い浮かべるのは液体窒素や冷凍庫で保存する凍結保存だと思います。ここでは、凍結保存とは異なる我々の研究室で開発したフリーズドライによる精子保存法について紹介したいと思います。

フリーズドライとは

「フリーズドライ」という言葉は聞いたことがあると思います。スーパーマーケットに行くとスープやコーヒーなどのラベルに書かれていることもあり、食品保存の分野ではよく用いられている技術です。フリーズドライは和訳すると凍結乾燥、つまり凍結してから乾燥させる技術です。水分を含んだサンプルを急速に凍結した後、真空状態にすることでサンプル中の水分を固体から気体へと昇華させながら乾燥状態にしていきます。フリーズドライ後のサンプルは、栄養成分や風味の劣化が少ないだけでなく、長期保存が可能になります。このことから、食品の保存だけでなく、医薬品の製造などにも利用されています。使用するときは、水を加えるだけで元の状態に戻すことができます。長期保存ができ、水分も少なく重量が軽くなるため非常食や携行食にも有効です。国際宇宙ステーションで活動する宇宙飛行士の食事（宇宙食）としても活用されています。フリーズドライ技術は、我々の生活のみならず、科学研究をも強力にサポートしているのです。

精子をフリーズドライ技術で保存する

　このフリーズドライ技術を用いて精子を乾燥させたらどうなるでしょうか。一度乾燥してしまった精子は受精する能力を失ってしまったように見えます。ですが、哺乳動物の多くの精子は、フリーズドライしても受精能力は維持されています。マウス、ラット、ウサギ、ハムスター、ウマ、ウシの精子はフリーズドライ後も受精能力が維持され、これらの精子と受精した卵子から正常な産子が誕生することが報告されています^8-9。

フリーズドライ保存は、凍結保存と何が違うのか。精子を凍結した場合は、保存するのに必ず液体窒素が必要になります。一方、フリーズドライした精子は、その保存に液体窒素は必要なく、冷蔵庫（4℃）での長期保存が可能です。「液体窒素不要の長期保存の実現」、これがフリーズドライ保存法の最大の利点です。そのほかにも、多くの利点があり表１に示してみました。

表1：フリーズドライ保存法と凍結保存法の比較

^＊液体窒素や電気などの供給が途絶した状況でサンプルを保存できる期間

液体窒素での凍結保存は、専用の液体窒素保管容器を用意し、さらに液体窒素は容器内で蒸発するため定期的に補充しなければなりません。液体窒素の補充は、重労働で酸欠を伴う危険な作業であるだけでなく、うっかり補充を忘れて液体窒素保管容器内の液体窒素を空にしてしまい、大事なサンプルを全滅させてしまったと言う話も聞きます。その点、冷蔵庫で長期保存できるフリーズドライ精子はそのような心配もなく、サンプルの国内外の施設間移動も容易にできます。実際に筆者は、日本－アメリカ間を簡易な包装で常温輸送したフリーズドライ精子から正常な産子の作出に成功しています¹⁰。これにより、生体で輸送することなく、簡易で安全に遺伝資源を移動させることが可能となりました。

震災や災害による貴重な研究生物試料の喪失

研究に用いられる生物試料は、様々な形で長期間保管されています。これらの中には、同じものを復元することが難しい貴重な試料も存在します。特に動物は、有効な形質を残す育種により長期間飼育されて現在に至っており、復元にも長い年月を要します。災害は、これまで蓄積してきた貴重な研究試料を一瞬で奪っていきます。近年は、気候変動により多くの地域で災害が起こっており、喪失の危険性は年々増加しているのが現状です。国内でも風水害による長期停電や浸水、地震による道路の寸断や建物崩壊が多くのところで起きています。液体窒素容器保管施設が地下に設置されている場合、大雨による浸水は致命的であり、地震により長期停電や液体窒素を補充できずに、ディープフリーザーや液体窒素保管容器で保存されていた貴重な研究試料の多くが失われたことも実際に国内外で報告されています。

筆者がフリーズドライ保存法の研究を始めた理由は、「インスタントコーヒーのように精子を保存しよう！」という知的好奇心でした。しかし、そのころ同時に大規模な自然災害が国内外で起きていたことから、その考えは安全な遺伝資源保存法としてフリーズドライ保存法を確立することに変わっていきました。表1に示した通り、フリーズドライ精子は冷蔵庫の電源が喪失しても3ヶ月程度は常温で保存できるため、試料さえ救出できれば簡易な梱包で安全な場所に移動させることが可能です。このことからも、フリーズドライ精子保存法は、これまでの液体窒素による凍結保存法と並行して、貴重な遺伝資源を安全に保存する上で極めて有効な方法であるといえます。

熊本大学　大学院生命科学研究部　老化・健康長寿学講座
河村佳見

はじめに

キモかわいい動物として一部の層に人気を博しているハダカデバネズミ、皆さんは実際に見たことがあるでしょうか。上野動物園や埼玉県こども動物自然公園、最近私たちの研究室から個体を譲渡した熊本市動植物園などで見ることができます。体長8−10 cm、体重35 g程度と小柄で、両手で餌をもってかじったり、仰向けで眠ったり、見ていて飽きない多彩な行動をとるからでしょうか。実際にハダカデバネズミを見た多くの人は、写真や動画で見るよりかわいらしいと感じるようです。

そんなハダカデバネズミは近年、医学研究においても注目されるようになってきました。なぜならハダカデバネズミは、上述のように実験用マウスと同程度の大きさの小型齧歯類であるにも関わらず、最大寿命が40年と、体重から推定される5倍以上の長寿を誇るからです。しかも、その生存期間の大部分の間、老化の兆候を示さず、さらにこれまで、発がんがほとんど確認されていません。このような特徴から、老化やがんを含む様々な加齢性疾患の「予防法」の開発につながる新たな実験動物として、大きく注目を集めています。本稿では、ハダカデバネズミの特徴や発がん耐性・老化耐性に関与する最近の知見について、私たちの研究の成果を交えながら紹介します。

ハダカデバネズミとは

ハダカデバネズミ（図1左、デバ、英名naked mole-rat、学名 Heterocephalus glaber）はその名の通り無毛（完全に無毛ではなく、感覚毛がまばらに生えています）で、歯の突出したネズミです。デバは19世紀頃に初めて発見され、その見た目から当初は他の動物の赤ちゃんか、もしくは病気の動物ではないかと考えられたそうです¹。分類上は齧歯目のヤマアラシ亜目デバネズミ上科のハダカデバネズミ科に属し、本種のみでハダカデバネズミ属を構成します。英名でラットと名前がついていますが、実験に用いられる齧歯類の中では、比較的モルモットに近い種です。野生ではアフリカの角（エチオピア・ケニア・ソマリア）と呼ばれる地域の乾燥地帯の地下にトンネルを掘り、アリの巣のような巣を作って住んでいます。住処だけでなく、その社会構造もアリに似ています。デバは哺乳類では極めて珍しい分業制の社会（真社会性）を作り（図１右）、数十から100匹以上の集団（コロニー）で生活しています²。1つのコロニーの中では1匹の女王と1−3匹の繁殖オスのみが繁殖し、その他のメンバー（女王と繁殖オスの子どもたち）は雌雄ともに性成熟が抑制されていて、働きデバとして餌集めやトンネル掘り、女王が生んだ子供の世話など様々な仕事を行います。女王は働きデバの性成熟を抑制していますが、そのメカニズムの詳細はまだよくわかっていません。女王から働きデバを隔離すると性成熟が開始すること、隔離した働きデバを女王の糞尿がついた床敷に曝露しても性成熟は抑制されないことなどから³、女王との物理的な接触（小突き行動などの攻撃的な接触）が重要ではないかと考えられています⁴。

このようなデバの特殊な生態は、研究者たちの関心を集め、1970年代頃から地下性哺乳類の生態学的研究の一環として、実験室で飼育されるようになりました。その後、実験室での飼育によって、さらに驚くべき事実が明らかになりました。野生から捕獲されたデバが、20年を経過してもなお生存していたのです。さらに個体老化の指標として重要な加齢に伴う死亡率の上昇が認められず、加齢による各種生理機能（活動量・繁殖能力・心臓拡張機能・血管機能など）の低下もほとんど見られませんでした。加えて2000例以上の観察において腫瘍形成がほとんど認められないという、顕著な発がん耐性を示すことが判明しました⁵。このような老化やがんをはじめとする加齢性疾患耐性の分子メカニズムを解明することは、ヒトにおける老化やがんの予防方法の開発につながる可能性があるため、デバを用いた分子生物学的研究が近年盛んに行われるようになってきました。

デバ個体における発がん耐性メカニズム

観察研究によりデバの発がん耐性が明らかになって以来、そのメカニズムを解明するために、主に培養細胞を用いた研究が行われてきました。これまでに、デバの線維芽細胞にがん遺伝子である恒常活性化型Ras（HRAS-V12）およびSimian Virus 40 Large T（SV40LT）抗原を導入してがん化への形質転換を試みたところ、これらの細胞は形質転換に対して抵抗性を示し⁶、その耐性機構には高分子量ヒアルロン酸の存在が必要であることが報告されています⁷。一方で、近年では他の研究グループから、HRAS-V12とSV40LTの導入のみでデバ線維芽細胞ががん化形質転換するという、先行研究と異なる報告もなされており、デバの細胞がこのような遺伝子導入によるがん化誘導にどの程度耐性を持つのかについては現在も議論が続いています^8,9。

一方、デバの発がん耐性を評価するためには、自然発がんの発生率の観察や細胞レベルでの解析に加えて、生体内で実験的に発がんを誘導し、組織の応答を評価することが重要です。そこで私たちは、デバ個体に対して、発がん剤である3-メチルコラントレン（3-MC）または7,12-dimethylbenz[a]anthracene (DMBA)/ 12-O-tetradecanoylphorbol-13-acetate (TPA)を用いた、2種類の化学発がんモデルによるがん誘導実験を行いました¹⁰。その結果、マウスでは両方の誘導法において30週以内にすべての個体で腫瘍が形成されたのに対し、デバでは2年以上にわたる長期観察の中で、いずれの個体にも腫瘍の発生は認められませんでした。つまり、デバは化学的な発がん誘導に対しても極めて高い耐性を示すことが明らかとなりました。

発がんの過程では一般的に、DNA損傷や配列変異により変異細胞の出現（イニシエーション）が起こり、続いて免疫細胞の浸潤を伴う炎症の亢進などの組織微小環境の変化（プロモーション）が生じて発がんが促進されます。デバでは、発がん剤によるDNA損傷や細胞死は起こるものの、マウスと比べて免疫細胞の浸潤が少なく、炎症応答が弱まっていると考えられました。この炎症応答の減弱のメカニズムを解析するために、発がん誘導時の遺伝子発現変化をマウスとデバで比較しました。その結果、マウスでは“ネクロプトーシス”と呼ばれる細胞死を引き起こす遺伝子発現変化が生じていた一方で、デバではそのような変化は見られませんでした。ネクロプトーシスはプログラムされた細胞死の一種で、細胞膜の破裂とDNAなどの細胞内物質の放出を伴うため、強い炎症応答を引き起こします。デバでネクロプトーシス経路の活性化が見られない原因を探索したところ、ネクロプトーシスの制御遺伝子であるRIPK3およびMLKLにフレームシフト変異が生じており、ネクロプトーシスを誘導する機能を失っていることが判明しました。

そこで、マウスにおいてRipk3を阻害または欠損させ、3-MCによる発がん誘導を行ったところ、3-MC投与後の免疫細胞の浸潤が抑えられ、さらに腫瘍の発生も遅くなることが明らかとなりました。これらの結果から、デバにおけるネクロプトーシス誘導能の喪失は、発がんプロモーションとして働く炎症を抑えることで、発がん耐性の一因として機能していると考えられます（図2）。とはいえ、この変異のみではデバの強い発がん耐性を完全には再現できません。発がんの過程は、変異細胞とそれを取り巻く微小環境との相互作用によって進行すると考えられているため、未解明の発がん抑制機構を明らかにするには、今後さらに個体および組織レベルでの詳細な解析が重要となります。

東京大学大学院農学生命科学研究科 獣医学専攻 実験動物学研究室
藤井渉

遺伝子改変モデル動物

　実験動物は、ヒトの疾患の発症メカニズムの解明やその予防・治療法の開発に極めて重要な役割を果たしています。ヒト疾患の再現を目的として、様々な疾患モデル動物の開発が続けられており、基礎研究だけでなく応用研究や創薬開発など幅広い分野で利用されています。
　疾患モデル動物の中でも、遺伝子改変モデル動物は、疾患の発症メカニズムや遺伝的背景を解明するうえで欠かすことのできないツールです。遺伝子改変モデル動物とは、遺伝子改変技術を用いてゲノム配列情報を意図的に改変した動物を指します。遺伝子改変モデル動物には、外来遺伝子を挿入することで新たな性質を持たせる「トランスジェニック動物」、特定の遺伝子を削除することでその機能を失わせる「ノックアウト動物」、または特定の遺伝子領域を目的に応じて改変する「ノックイン動物」など、様々なタイプがあります。特に遺伝子ノックアウトは、その動物内で通常は機能している遺伝子を人為的に破壊してしまうことで、その遺伝子が体の中でどのような生理的役割を果たしているか、また疾患とはどのように関与しているか、などを調べるうえで非常に重要な手法です。例えば、ヒトのある疾患で機能不全が示唆されるような遺伝子をモデル動物で破壊することで、その遺伝子と疾患との因果関係を示すことができ、さらには、そのような動物を用いて、新たな治療法の開発を進めることができます。
　かつて、遺伝子ノックアウト動物を作製するためには「ジーンターゲティング法」と呼ばれる方法が一般的に使用されていました。この方法では、増殖可能でかつ個体発生も可能な多能性幹細胞などを用いて遺伝子を改変するというプロセスが必要でしたが、この改変効率は非常に低いものでした。さらには、改変された幹細胞から動物個体を作出し、交配を繰り返すことで全身に遺伝子改変が反映された動物を得ますが、このプロセスにも非常に多くの時間、労力、コストを要し、研究者にとって大きな負担となっていました。また、作製に必要となる動物の個体数が多いことも課題でした。

ゲノム編集技術の登場

　このような背景の中で革新的なブレイクスルーがもたらされました。それが「ゲノム編集技術」の登場です。この技術は、細胞が持つ自然なDNA損傷修復機構を巧妙に利用したものです。我々の体内では、紫外線、化学物質、ストレスなどの環境要因によってDNA損傷が日常的に発生していますが、細胞にはこの損傷を迅速に修復する仕組みが備わっています。ゲノム編集技術は、この修復過程を利用してゲノムDNAを改変する技術です（図1）。具体的には、特定の場所でDNAを切断する酵素を用います。この酵素がゲノム中の標的部位を認識し、切断を行うと、細胞はその損傷を修復しようとします。しかし、修復過程でエラーが生じることがあり、その結果として目的の座位のDNA配列に欠失や挿入などの変異が起こり、もとの配列から変化してしまう、という仕組みを利用します。ゲノム編集を遺伝子がコードされている場所に利用すれば、変異によって遺伝子を壊すことができるため、特定の遺伝子の高効率なノックアウトが可能となりました。

図1． ゲノム編集

ゲノム編集技術は、ジンクフィンガーヌクレアーゼ（Zinc Finger Nuclease, ZFN）と呼ばれるDNA切断酵素の開発によって注目されるようになりました。この酵素は、DNAを認識するタンパク質ドメインのジンクフィンガーとDNAを切断する酵素を融合させたもので、ジンクフィンガー部分を特定の配列に結合するよう設計することで、ゲノムDNAの狙った部位を切断し、変異を導入できるようになりました。同様に、DNA結合タンパク質であるTALエフェクターとDNA切断酵素を組み合わせたTALEN（Transcription Activator-Like Effector Nuclease）も開発され、広く利用されてきました。一方、2013年には新たなゲノム編集ツールとしてCRISPR/Cas9システムが発表されました。このシステムでは、DNAを認識する部分が、ZFNやTALENのようなタンパク質ではなく、ガイドRNA（gRNA）と呼ばれる短いRNA分子によって構成されています。そのため、標的配列に合わせた設計が容易で、従来の方法に比べて手間をかけずに利用できるようになりました。ゲノム編集技術の研究は急速に進展しており、遺伝子改変動物の作製プロセスは劇的に効率化されました。従来のジーンターゲティング法で必要とされた幹細胞は使わずに、受精卵内で直接遺伝子改変を行えるようになり、個体化に必要なステップや動物の個体数を大幅に削減できるようになりました。3R（Replacement, Reduction, Refinement）の原則の理念にも適合する方法としても注目されています。マウスモデルでは、限られた機器と技術で遺伝子改変個体を作出できる方法も報告されており、これまで遺伝子改変研究に参入してこなかった研究者にも門戸が開かれつつあります。

北里大学獣医学部実験動物学研究室　宍戸晧也

１.はじめに

昨今、アンチエイジングの分野の注目度が高まっており、様々な分野で商品開発や研究がされています。多くの方が、一度は「年老いたくない！」と思ったことがあると思います。人類は古来より不老不死の追求や、死からの蘇りを切望してきました。秦の始皇帝が不死の薬として丹薬を飲んだり、来世の復活を願うエジプト王のミイラとして残したことが広く知られています。現代でも、未来の蘇生技術やクローン技術に期待して、遺体を冷凍保存するビジネスが複数存在します（1)。

我が国を含む先進国では医療（特に感染症分野)が発達したことで、平均寿命が飛躍的に延びました。一方、寿命の延伸によって、今度は新たにがんと生活習慣病、フレイル、ロコモティブシンドローム、認知症、骨疾患などが問題となってきました。2050年には65歳以上の高齢者が6人に1人を占めると推定されており、急速な高齢化が世界的に進むことが危惧されます。生活の質や健康の向上がないまま寿命を延ばすことには、問題があることは明らかです。

この将来直面する問題に先駆けて、わが国では老化の遅延による健康寿命の延長や老化制御、疾患予防、克服を目的としてAMEDでは老化研究の領域に対して支援を行っています。老化研究は国の研究支援機構にとどまらず、Googleは2013年に15億ドルをかけてCalicoというベンチャー子会社を立ち上げるなど、老化とその治療は今や世界的に大きなニーズとなっております。本コラムでは老化研究と実験動物の老化モデルについてご紹介します。

中村鉄平　獣医師、博士（獣医学）、北海道大学大学院獣医学研究院実験動物学教室　准教授

　みなさんは、実験動物と聞いてどんな動物を想像するでしょうか？実験動物とは実験のために生産・飼育される動物であり、マウス、ラット、ウサギ、サルなどがよく知られています。広い意味では、科学に利用される産業用動物や野生動物も実験動物に含まれるため、全ての動物種が実験動物と考えることもできます。多岐に渡る実験動物の中からどの動物を実験に用いるかは、実験動物の持つ特性と実験目的を考慮して、研究者や動物実験委員会で入念に検討され決定します。実験動物は種により様々な特性を持ちます。近年では、ハダカデバネズミが老化やがんに抵抗性を持つこと(1)やハムスターがSARS-CoV-2に感受性が高いこと(2)が明らかになりました。このように、既存の実験動物の新たな特性が明らかになることで、これまで分からなかった病気のメカニズムを解明できる可能性があります。このコラムでは、ユニークな特性を持つコットンラットという実験動物について紹介させていただきます。

　シミュレーター（模型）や映像教材は、様々な教育現場における技術トレーニングに活用されています。特に医療分野や獣医療分野では様々な臨床技術に関する教材が開発されており、医師や獣医師の育成に使用されてきました。マウスやラットなどの小型齧歯類を対象とした教材についても、近年国内の複数のメーカーで開発が進められており、各施設の教育現場で浸透してきています。これらの代替法教材は初学者が技術を習得する際に、技術のイメージや手順を覚える際の助けになります。生体を使ったトレーニングを行う前にシミュレーターや映像教材を用いて事前学習を行うことにより、効率良く技術を習得することができます。さらに動物実験技術の教育現場で代替法教材を導入することは、実験動物福祉(3Rs: Replacement, Reduction, Refinement)に配慮した教育の実施に貢献します。このコラムでは2022年時点で、国内で入手可能な小型齧歯類の技術トレーニング用代替法教材を紹介します。